Transposons: pedaços de DNA que mudam de endereço no genoma.

Mudança no padrão das cores do milho devido a interação entre os genes responsáveis pelo pigmento e elementos transponíveis.

Você sabia que alguns trechos de DNA têm a capacidade de mover-se no genoma, saindo de um cromossomo e se inserindo em outro? Pois é, e esta descoberta foi feita há muito tempo atrás por uma brilhante cientista, antes mesmo da descoberta da estrutura do DNA por Watson e Crick. Barbara McClintock ao observar a relação entre os padrões das cores do milho e algumas quebrascromossomais, percebeu que algumas destas quebras ocorriam com uma freqüência muito mais alta do que o esperado e, surpreendente, sempre no mesmo cromossomo. Após uma série de experimentos, a cientista percebeu que esta quebra ocorria devido a inserção de pedaços de DNA vindos de outros cromossomos que alteravam a expressão dos genes de pigmento. Confiante nos seus experimentos, Barbara então propôs que havia elementos transponíveis no genoma, ou seja, os genes não tinham um endereço fixo, mas tinham um mecanismo para movimentar-se dentro do genoma.

Se nos dias de hoje esta ideia parece bastante surpreendente, imagine como foi a recepção desta ousada ideia no começo da década de 50, quando a cientista começou a publicar seus resultados. Eles foram ignorados e ridicularizados pelos seus contemporâneos, levando a cientista a parar de publicar suas descobertas sobre o tema. Somente no início da década de 70 alguns elementos transponíveis foram identificados em bactéria validando assim a teoria de Barbara. Entretanto, o reconhecimento completo de uma das mais importantes descobertas da biologia somente aconteceu no início da década de 80, quando a cientista foi homenageada com o prêmio Nobel.

Atualmente vários estudos já relacionaram os elementos transponíveis, chamados de transposons, a uma série de doenças e como grande fonte de variabilidade genética. Hoje sabe-se que boa parte do genoma é composto destes elementos e dois mecanismos principais já foram identificados. O primeiro deles é um mecanismo de recortar-e-colar, onde alguns pedaços do DNA simplesmente saem de um lugar e movem-se para outra parte do genoma. O outro mecanismo é do tipo cortar-e-colar, gerando mais de uma cópia no genoma. Este último mecanismo é chamado de retrotransposons e consiste em quase metade do genoma humano e será tema de um próximopost.

 

FAQ #8 Como ver se a transformação gênica deu certo?

Já colocamos nossos plasmídeos nos bichinhos, mas ainda não acabou. Essa é a hora de saber se tudo que fizemos até aqui deu certo!

Primeiro, colocamos eles na placa de seleção com antibiótico e só aqueles que realmente incorporaram o plasmídeo vão sobreviver porque ganharam um gene amigo de resistêcia ao antibiótico. Agora pegamos uma parte das células sobreviventes e fazemos um teste usando a PCR (você lembra dessa técnica, né?).
Como testar com a PCR?! Roubamos os plasmídeos dessas células e tentamos multiplicar o pedaço de DNA que foi grudado nele adicionando primers, nucleotídeos e enzimas sob aquecimento e desaquecimento. Se o nosso plasmídeo modificado tiver sido incorporado pelos micro-organismos haverá a multiplicação do pedacinho e podemos vê-los em uma eletroforese. Caso contrário, nada foi copiado e nada vai aparecer na eletroforese, certo?! Então temos o sinal de que alguma coisa não deu certo por aqui e as chances de erros deste teste são bem pequenas.

Depois vamos para um teste melhor ainda, o sequenciamento. Este teste diz exatamente qual é a sequência de pares de base da molécula do plasmídeo e acabam de vez suas dúvidas se a transformação deu certo ou não! O sequenciamento começa parecendo um processo de duplicação normal de DNA. Mas além de cadeias molde, enzimas e nucleotídeos normais, há nucleotídeos especiais sintetizados (ddNTP’s) que possuem duas boas propriedades: emitem luz e interrompem o prologamento da cadeia a partir de onde foram adicionados. Então, imagine uma molécula de DNA que possui um par de base “A”-“T” em um determinado comprimento e considere que a base “A” pertence à cadeia molde e a base “T” à cadeia complementar (como o par nº 2 em vermelho da figura abaixo, feita com todo carinho no Power Point para vocês). Se esta base “T” for um nucleotídeo especial temos como identificar “quem é” e “qual sua posição” na cadeia, pois ele emitirá uma cor específica para Timina e o comprimento da cadeia complementar está interrompido em sua posição exata (nº 2 em verde).

Podemos detectar a cor emitida através de um espectrógrafo e a posição pela eletroforese em gel (o sequenciador é basicamente a união dos dois). Ou detectar o tipo de nucleotídeo como no método de Sanger, apenas colocando os filamentos marcados por cada tipo de nucleotídeo em poços diferentes do gel e interpretando a sequência a olho nu/manualmente. Depois de identificado o nucleotídeo da cadeia complementar é possível saber quem ocupa a mesma posição na cadeia molde, no caso citado é a base Adenina. Expanda esse raciocínio para todas as outras bases da molécula, com uma amostra grande teremos cadeias de todos os comprimentos possíveis, interrompidas por um dos 4 tipos de nucleotídeos especiais (A, T, C, G). Assim é possível sequenciar toda a molécula de DNA!

Para saber mais sobre sequenciamento genético, clique aqui.

Por Otto Heringer e Viviane Siratuti.

 

FAQ #7 Como enfiar o plasmídeo nas células?

Dar e receber plasmídeos não é nenhuma novidade para algumas células!

As bactérias costumam trocar informações genéticas assim e esse processo é chamado de conjugação, portanto elas já possuem toda maquinaria necessária pra isso! Desse jeito elas aumentam muito a variabilidade e as chances de sobrevivência da população.

Podemos usar esse mecanismo natural  para enfiar os plasmídeos, mas na maioria das vezes damos uma ajudinha usando choques térmicos ou elétricos.

Para entender o choque térmico, assista o vídeo do JOVE aqui. E do choque elétrico, aqui.

Por Otto Heringer e Viviane Siratuti.

 

FAQ #6 Como ver se nossos plasmídeos incorporaram os pedacinhos de DNA?

Sabendo o tamanho do plasmídeo e dos pedacinhos estimamos um tamanho para nosso novo plasmídeo e agora é só conferir se estão como esperado!

Para isso, existe uma técnica de separação chamada eletroforese em gel, onde as moléculas são “peneiradas” por algum polímero (gel de poliacrilamida ou de agarose) quando se movimentam atraídas ou repulsadas pelos eletrodos de cargas opostas que são colocados nas extremidades do gel. Ou seja, uma molécula com carga negativa caminha para o eletrodo de carga positiva e vice-versa. E as moléculas de mesma carga correm de maneiras diferentes pelo gel de acordo com seus pesos moleculares e tamanhos, as menores e mais “leves” passam com mais facilidade pelo gel enquanto as maiores e mais “pesadas” ficam mais retidas. No final, temos as moléculas separadas ao longo do gel e podemos comparar com a ladder (uma “régua” feita de moléculas com pesos e tamanhos já conhecidos) para saber se nossos plasmídeos estão no tamanho esperado.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Depois de confirmar pela eletroforese que nossos plasmídeos foram modificados, precisamos “salvá-los” do gel para colocar nas células. Basicamente, cortamos o pedaço de gel que está com nossos plasmídeos e colocamos em tubinhos com uma pequena coluna de sílica dentro (imagem aí embaixo). Então as moléculas de DNA se ligam à coluna, fazemos uma lavagem para tirar o gel e depois diluímos o DNA para retirá-lo da coluna!

 

Para saber mais sobre eletroforese, assista o vídeo do JOVE Science aqui e purificação aqui. 🙂

Por Otto Heringer e Viviane Siratuti.

FAQ #5 Como colocar os pedaços de DNA no plasmídeo?

Para abrir os plasmídeos (lembrando que é um DNA circular) e depois grudar os pedacinhos de DNA que extraímos pela Miniprep e multiplicamos pela PCR, usamos as chamadas enzimas de restrição e de ligação. Isso tudo ainda fora das células, ok?!

As enzimas de restrição reconhecem e cortam os plasmídeos em regiões específicas que queremos, isto é, cortam em determinadas sequências de pares de base. Inclusive existem dois tipos de corte, podendo formar extremidades coesivas (cortes em comprimentos diferentes entre as duas fitas) ou cegas (corte reto na dupla fita).

Feito isso, agora usamos as enzimas de ligação para grudar as extremidades dos plasmídeos às extremidades dos pedacinhos, onde as bases se complementam.

 

Legal saber também que o nome dessas enzimas estão sempre relacionados com os nomes dos organismos onde elas foram encontradas (veja a enzima EcoRI, por exemplo).

Para assistir o vídeo do JOVE Science sobre enzimas de restrição, clique aqui. E enzimas de ligação, aqui.

FAQ #4 Onde colocar esses pedaços de DNA?

“No genoma, né, dêr!”. Certo, mas como? E será que o genoma é o único lugar que podemos colocar esse novo pedacinho de DNA no micro-organismo que queremos modificar? Não! Existe outro lugar também e ele se chama plasmídeo (quem já jogou BioShock vai soltar umas sinapses a mais agora).

 O plasmídeo é um DNA circular presente em várias espécies de seres vivos e é responsável por conter informações valiosas envolvendo a sobrevivência do organismo a fatores externos (como por exemplo sua resistência a um antibiótico), além de ser o principal ator da transferência horizontal de informação genética, ou seja, a passagem de um DNA funcional de um ser vivo para outro sem haver hereditariedade (é aí que o jogo BioShock extrapola isso para seres humanos). Adivinha de onde veio a ideia de usar o plasmídeo como transmissor – “vetor” – de informação genética para modificar as células? Veio exatamente desse mecanismo natural de realizar transferência horizontal de genes que vários micro-organismos possuem. Aproveitamos isso para fazer a transferência das informações genéticas que nós queremos!

E se vamos usar plasmídeos é preciso extraí-los também! Os plasmídeos são moléculas de DNA assim como os pedacinhos obtidos a partir do genoma e multiplicados pela PCR que vamos introduzir no micro-organismo, mas agora vale ressaltar que na extração de DNA há uma etapa importante onde é feita a separação do conteúdo plasmidial do genômico.

O vídeozinho abaixo tem uma animação no ínicio e depois mostra o procedimento em lab do isolamento do plasmídeo 🙂

Por Otto Heringer e Viviane Siratuti.

FAQ #3 Como copiar o código em laboratório?

Ahá! Essa é a pergunta que mudou a biotecnologia. Até conseguirmos fazer isso, nós (i.e. humanidade) passamos por um caminho bem interessante envolvendo prêmios nobel e momentos epifânicos. O videozinho abaixo explica muito melhor do que esse texto corrido como funciona a metodologia pra se fazer isso, a Reação em Cadeia da Polimerase (Polimerase Chain Reaction), o tão amado e odiado (quando simplesmente não funciona) PCR!

Encurtando a história: usando uma enzima que trabalha “sentando” no molde de uma fita única de DNA, aquecimento e desaquecimento (para “ligar” e “desligar” essa enzima) e pedacinhos de nucleotídeo, conseguimos fazer milhões de cópias de apenas uma única molécula de DNA – é por isso que o pessoal do CSI (o seriado) consegue uma grande informação genética usando apenas resíduos quase desprezíveis de material biológico.

 

Por Otto Heringer e Viviane Siratuti.

FAQ #2 Como extrair um pedaço de DNA desejado?

Queremos pegar um pedacinho codificante de DNA (responsável por alguma característica no organismo) de um outro pedaço maior de DNA. OK, mas onde fica esse outro pedaço? Bem, existem pedaços disso praticamente a todo o seu redor. Onde há vida, há informação genética que pode ser “pega”.Extraímos ele basicamente fazemos lavagens usando solventes de diferentes “afinidades de dissolução” (a grosso modo) com as biomoléculas da célula até restar o DNA.

Se você quer saber, existem até kits comerciais para se fazer isso (como por exemplo a imagem abaixo), são os famigerados “kits de miniprep”. “Mini” porque em geral são bastante usados kits que trabalham com pequenos volumes (microlitros), mas também existem os kits de “midiprep” e “maxiprep”, para volumes maiores.

Assista o vídeo caso você queira saber mais do processo (aviso: a realidade às vezes não é algo tão excitante como você imaginava). 

Aliás, se você ficou com vontade de extrair DNA em casa (haha), é bem simples, clique aqui.

FAQs da Bioengenharia – Introdução

Preocupados com os novos amantes da biologia sintética, estamos procurando materiais de introdução no assunto e encontramos algumas coisas interessantes! 🙂

Por isso vamos colocar uma sequência de posts explicativos, partindo de uma visão geral e seguindo por perguntas mais específicas. É um pequeno tutorial-FAQ sobre alguns fundamentos que quando entendidos ajudam bastante a entender algumas de nossas discussões e outros posts. Serve para ajudar principalmente quem não é da área de biológicas ou quem ainda não se aprofundou muito neste assunto! Se continuarem com dúvidas, perguntem tá?!

Lembrem-se de ativar as legendas dos vídeos, caso necessitem! Todos possuem legendas originais em inglês e alguns em português. Você pode colocá-las traduzidas quando só houver em inglês (não muito recomendado, rs). Nos vídeos do JOVI existe a opção de colocar os textos em português. Se você não sabia que o YouTube fazia isso por você, dá uma olhada aqui (dica: barrinha inferior do vídeo).

Antes de mais nada, você sabe o que são e quais as relações entre nossas principais moléculas orgânicas (DNA, RNA e proteínas), certo? Se sua resposta é não, assista um desses vídeos!

Indo além da Estrutura 

OK, agora vamos além desses conceitos básicos dos vídeos. Mais que entender a estrutura e a dinâmica dessas biomóleculas, como os cientistas a alteram? Em linhas gerais, como se faz para modificar geneticamente um organismo?

Vamos lá! Primeiro pegamos um pedacinho codificante de DNA (gene) de outro organismo que tenha certa característica que desejamos. Para isso, extraímos o DNA e depois multiplicamos só este pedaço que nos interessa através de uma técnica chamada PCR (afinal, a eficiência das transformações é pequena e quanto mais material melhor). Precisamos também extrair e abrir os plasmídeos (DNA circular) do organismo escolhido para receber este gene e assim receber as novas características (já que o plasmídeo é nosso principal veículo de introdução dos genes nas células). Para abrir estes plasmídeos usamos enzimas de restrição que cortam as moléculas de DNA em lugares específicos e chamamos isso de digestão. Depois que tivermos vários plasmídeos e genes, podemos grudá-los com a ajuda de enzimas de ligação. E então, para saber se nosso novo plasmídeo deu certo usamos uma técnica de separação por carga e tamanho de molécula, a eletroforese em gel. Nela, as moléculas se acumulam em certas posições que nos dizem seus tamanhos (mergulhadas em um polímero) e assim podemos identificar aquelas que correspondem ao que estimamos. Além disso, fazemos testes com a técnica PCR e o sequenciamento genético. Se os testes disserem que tudo que fizemos deu certo, recuperamos o material e colocamos nossos novos plasmídeos nos organismos, geralmente utilizando choque térmico ou elétrico. Esse passo, introdução de plasmídeos, é a chamada transformação. Mas para selecionarmos somente aqueles organismos que realmente foram transformados usamos antibióticos que eliminam as células que não ganharam os nossos novos plasmídeos, já que não possuem os genes de resistência que foram colocados neles. E no final, cada célula que sobreviveu se multiplicará, formando colônias de organismos geneticamente modificados. Agora dá uma olhada no esquema de novo e vê se entendeu até aqui!

O Brasil no iGEM América Latina 2013

E lá fomos nós de novo viajar em nome do futuro da Biotecnologia do Brasil. Não só a gente, Manaus e Minas estavam lá junto , e nós junto com eles, é claro. Para começar a contar como tudo rolou, vamos começar falando da gente, os brazucas:

Os Brazucas

Minas, Manaus e São Paulo em um só lugar.

Foi muito legal ver times do iGEM surgindo pelo Brasil. Bonito em dois sentidos: em relação à UFMG que surgiu com um time quase que espontâneamente, e em relação à UFAM e cia, onde mantínhamos contatos a tempos com o professor Carlos Gustavo, com quem pudemos ajudar e inspirar de alguma forma a criar uma iniciativa firme e forte lá na região ainda bem florestada do país.

O Pedrão e o Grande Carlos.

Eu gostaria de escrever uma bíblia aqui sobre os projetos de cada um dos Brazucas, mas para o bem do leitor eu vou dar uma “resumida” (a minha “resumida”):

Manaus

Como já disse antes, nós já éramos amigos deles bem antes de nós todos os conhecermos pessoalmente. Além de uma conversa antiga com o Instructor deles, o Marcelo Boreto desfrutou das delícias de ser um físico manjador de modelagem de sistemas biológicos e ganhou uma viagem lá para Manaus para dar um workshop de modelagem para o iGEM, comer doces de cupuaçu e fazer amizade à moda antiga (na “RL”) com pessoas e outras criaturas, como a Costinha, a preguiça de Lab – as piadas e trocadilhos ficam a cargo do leitor.

O Marcelo num dia que tava com preguiça

A grande ideia do time amazonense foi bem interessante. Eles usaram duas grandes coisas em seu projeto:

1. o fato de que o chassi Shewanella putrefaciens consegue transportar elétrons (de uma maneira ainda não bem descrita, diga-se de passagem – ia escrever um post sobre isso outro dia) para o meio externo de maneira a gerar eletricidade (esse time alemão do iGEM se deu muito bem com esse tema),

2. e a ideia de que a fonte desses elétrons poderia vir da degradação de lipídeos, mais especificamente de óleo de cozinha usado.

A grande tarefa deles foi tentar reprimir um inidor da via metabólica de degradação de lipídeos que a torna não-constitutiva e superexpressar genes relacionados ao transporte de lipídeos para a célula. Bem esperto. Levaram bronze medal pra casa e de quebra o prêmio de best presentation, dá um orgulho que só desse povo de Manaus! Veja a wiki deles aqui.

UFMG

O time de minas foi o mais “brasileiro”dos brasileiros, na minha opinião – e não, não é porque nosso time da USP tem estrangeiros. Foi o mais brasileiro porque surgiu do nada, na raça, na gana, sem desistir nunca, e conseguiu o que precisava para ir pra final bem melhor do que nós: que é ter resultados concretos da caracterização dos BioBricks. Também foi time mais emocionante que foi pra final, o da comemoração mais intensa. Sim, eu vi lágrimas em alguns olhos mineiros após a divulgação dos finalistas. Fiquei genuinamente feliz por eles, senti o Brasil representado ali, principalmente com aquele jeitinho mineiro “comequieto” de ser.

Lembrando ainda que deve ser dado a César o que é de César: conhecendo o time mais de perto como pude, consegui perceber o papel crucial e integrativo de cada membro da equipe (principalmente com os que conversei: Mariana, Carlos, Júlio – esse último, grande companheiro dos rolês chilenos), mas gostaria de fazer jus principalmente ao comedido Lucas, que pelo o que senti, com toda sua mineirice, foi um dos grandes bastiões que deu “liga” ao grupo (não é a tôa que ele é um dos idealizadores da Liga Média, há!) e eu acho que todo mundo deve saber disso – a não ser que ele me censure aqui, hahaha.

Os Mineiros e alguns argentinos (créditos portenhos às fotos).

O projeto deles foi interessantíssimo. No iGEM o tipo de projeto que dá para ser feito no tempo curto da competição sem deixar de atingir bons resultados práticos é, sem dúvida, envolvendo biodetectores. Com uma excelente escolha de projeto integrando o know-how dos labs dos professores envolvidos e dos alunos (além de ser completamente viável, diga-se de passagem), a proposta de biodetecção foi criar um método completamente novo de diagnóstico de síndrome coronária aguda (SCA) – que, em outras palavras avacalhadoras, é praticamente um “pré-infarto”. Eles miraram em três biomarcadores dessa síndrome: uma albumina modificada que aparece no sangue durante a SCA, um peptídeo que em altas concentrações indica falência cardíaca e um metabólito que recentemente foi comprovado como indicador para ACS. Dentre os três, o método de detecção mais esperto foi o albumina modificada, em que eles usaram o fato de ela ter uma taxa de ligação menor a metais do que a albumina saudável; o metal que “sobra” (que no caso era cobalto) ativa um promotor indicando a presença do biomarcador. Legal né? Vale a pena dar uma olhada na wiki bonitinha deles.

USP

Bem, e a gente? Nós tentamos fazer um biodetector do Metanol seguindo a ideia de uns posts (esse, e esse) que fizemos aqui no blog lá no começo de 2013. Esse ano fizemos um projeto bem mais completo e focado que o ano passado. Produzimos muito mais em diversos pontos que me 2012 tínhamos deixado de lado: biossegurança, a wiki, design, Human Practices e prototipagem. Dê uma olhada na wiki que fizemos, aqui.

É nóis! Ou melhor, é metanóis!

Tivemos muito mais financiamento e apoio por causa dos trabalhos de 2012 e conseguimos nos unir em um coletivo que deu certo (unindo ainda mais gente de mais lugares diferentes da USP). É claro que com tudo isso havia a pressão para que ganhássemos a medalha de ouro para ir pra Boston, e ela foi grande! Muita gente ficou desapontada com a nossa medalha de prata, mas não se deve negar que eles foram incríveis: para caracterizarmos os BioBricks (que fatalmente é o que dá a desejada medalha), recebemos a síntese no começo de agosto para entregar os resultados no final de setembro, e detalhe: ninguém do grupo tinha expriência com Pichia e não tínhamos padronizado a metodologia de utilização do equipamento medidor de fluorescência. Mesmo assim conseguimos levar à competição pelo menos um resultado de fluorescência de uma das linhagens que queríamos testar para a caracaterização das partes, foi uma maratona insana de 2 meses (e inclua a escrita da wiki e a preparação da apresentação e poster nisso).

A clássica Jamboree picture – um pouco menos verticalizada que o de costume.

O que ficou engasgado mesmo é que no evento deveríamos ter levado o best model. A argumentação usada pelo Juíz, de que “um bom modelo deve usar dados experimentais”, apesar de ser verdadeira não deveria valer para a premiação específica da modelagem. Afinal o que sendo está avaliado? O Modelo trabalhando nas hipóteses fixadas ou os resultados? Dessa maneira, um grupo de modelagem poderia elaborar o modelo mais inteligente e inovador da competição e mesmo assim não ser premiado se seus dados experimentais forem insuficientes.

Conversando com os Juízes após a competição, nos contaram que ficamos em segundo lugar para os “Best Prizes” em bastante coisa (best pôster, best natural part, best modelling). O que explica isso é a grande metáfora da galinhada: preparamos aquele banquete super organizado, lindo e completo, mas faltou matar a galinha – e a galinha é caracterizar o BioBrick.

Os HighLights Latinos do Jamboree

Aquele momento em que você acha que está dando highlights demais.

O Jamboree foi excelente. Principalmente porque dessa vez providenciaram mais oxigênio no ar colocando o evento em Santiago (e não a algumas dezenas de centenas de metros acima do nível do mar). Essa cidade é maravilhosa, é tudo lindo, bonito e bem organizado. O trânsito é bem diferente de Bogotá; fiquei com a impressão de que é um trânsito que funciona, sabe!? Dá vontade de fugir do Brasil e morar lá, ainda mais sabendo que há um grande incentivo para empreendedores estrangeiros por parte do governo chileno, com inclusive brasileiros já espertos disso.

Todos devidamente abastecidos com produtos derivados de “lã-de-lhama” (ou seria alpaca?).

Os outros times do iGEM mandaram muito bem, o nível dos resultados atingidos pelas equipes realmente melhorou bastante – ainda há uma estrada levando além do horizonte que distancia os resultados que os times do hemisfério norte  e sul conseguem obter, mas isso fica pra um post futuro. Os grandes highlights latinos que precisamos fazer são:

• Equipe UC Chile: Escolheram um tema de projeto bastante ambicioso e muito interessante, o de microcompartimentos bacterianos genéricos para realização de reações “localizadas”, assim como um vacúolo (em “plantinhas”), peroxissomo e lipossomo – daí o nome do projeto deles “whateverisisome”. Além disso, criaram também um jogo (só que não de cartas) como Human Prcatices. A wiki deles ficou muito linda, veja só.
• Equipe colombiana Uniandes: A equipe latinoamericana mais experiente no iGEM veio com dois projetos para o Jamboree: um sensor de glucocorticóides que poderia ser um “sensor de stress” e um sistema de absorção de níquel que poderia ser usado para biorremediação. O highlight aqui é a movimentação eficiente das células do chassi que eles usaram em direção a um campo magnético relativamente fraco. A wiki deles está muito legal também, dê uma olhada. Sinceramente: eu pensei que eles seriam finalistas.
• Equipe de Buenos Aires: Apesar de a wiki deles aparentemente não ter sido terminada a tempo, esse foi o projeto mais bem ranqueado no evento. A apresentação deles foi sensacional e envolvente. Conseguiram caracterizar otimamente os promotores sensíveis a arsênico que usaram para propor um biodetector desse contaminante na água. O highlight aqui foi a colaboração do time mexicano da TecMonterrey e o protótipo que eles proporam para um biodetector comercial.
• Equipe mexicana de TecMonterrey: O projeto desse time era sobre a biodetecção e tratamento de câncer. Os grandes highlights são a caracterização conjunta de algumas partes para o time argentino – fazendo com que eles detectassem uma concentração absurda de arsênico em um dos rios de Monterey e fossem reconhecidos pelo governo de lá por isso – e uma Human Practices genial: além de workshops e eventos promovidos pelo grupo (que incluem um TEDx), eles traduziram um manual para auto-examinação de câncer de mama para dois mais falados dialetos indígenas no país – Otomí e Zapoteco. Muitíssimo legal!

É lógico que houveram outros resultados muito legais que estou me controlando pra não mencionar. Mas highlights são highlights e não dá pra destacar tudo senão acaba a tinta da minha marca-texto mental.

The Good Fight

Enfim. Após esse ano cheio de altos e baixos como todo bom ano deve ser, estamos satisfeitos. Apesar de não termos correspondido às expectativas pressurizantes de alguns, conseguimos fazer muito bem aquilo que é mais importante: estimular as pessoas a criarem, saírem da ordem natural da academia e quebrar as paredes dos silos que contém (sim, contém, e não contêm!) a interdisciplinariedade efetiva. E também, é claro, estimular esse tipo de iniciativa por aí, papel do synbiobrasil que foi devidamente reconhecido conversando com o juízes. E é extamente isso que estamos fazendo agora: queremos espalhar essa experiência para outros campus da USP e outras universidades, bem como em nos formalizar institucionalmente aqui no campus da capital como uma organização devidamente reconhecida.

E é isso aí. Let’s keep fighting the good fight. 🙂

No próximo post (que será depois de um descanso merecido de final de ano), vamos começar a contar como foi incrível evento mundial nos EUA com os “enviados especiais” (aka. penetras) que mandamos pra lá, inflitrados no time mineiro. E esperamos já poder fazer isso vestindo o site novo com esses textos!